Détection moléculaire et typage d’ Entérovirus non polio (EVNP) et Paréchovirus humains (PeVH)

Détection moléculaire et typage des Entérovirus ou Parechovirus par RT-PCR (si on suspecte un poliovirus, consulter le Guide des services - Poliovirus).

• Paralysie flasque aiguë
• Conjonctivite aiguë hémorragique
• Méningite/encéphalite aseptique
• Maladies gastro intestinales
• Maladie mains-pieds-bouche
• Myocardite
• Maladie fébrile non spécifique avec ou sans rash
• Pleurodynie
• Tableau évoquant un sepsis chez les nouveau-nés
• Infections des voies respiratoires supérieures

• Isolat ou culture virale - ≥ 0,5 mL de cellules infectées et de milieu.
• LCR -  ≥ 0,2 mL.
• Sérum/Plasma - Non recommandé.
• Sang total congelé - Non recommandé – ce type d’échantillon sera rejeté.
• Écouvillon respiratoire NP/OP, liquide de lavage ou aspiration NP/OP - ≥ 0,5 mL.
• Selles - ≥ 1,0 g (solides) ou ≥ 0,5 mL (liquides).
• Écouvillon rectal

• Isolat ou culture virale - Prélever dans un contenant stérile étanche.
• LCR -  Prélever dans un contenant stérile étanche, pas de milieu spécial requis.
• Écouvillon respiratoire NP/OP, liquide de lavage ou aspiration NP/OP -Pour les liquides de lavage et les aspirations, prélever dans un contenant stérile étanche, pas de milieu spécial requis. Pour les écouvillons, conserver dans un milieu de transport pour virus.
• Selles - Prélever dans un contenant stérile étanche, pas de milieu spécial requis.
• Écouvillon rectal - Conserver dans un milieu de transport pour virus.

Congeler les échantillons à ≤ -20 °C jusqu’à leur envoi pour analyse. Expédier les échantillons congelés sur glace sèche. Emballer les échantillons d’Entérovirus/Parechovirus dans des contenants d’expédition séparés des autres échantillons envoyés au LNM.

L’expédition des prélèvements doit être confiée à une personne détenant un certificat de formation TMD, conformément au Règlement sur le TMD. Pour plus d’information sur la catégorisation des matières à des fins d’expédition, veuillez consulter la partie 2 de l’appendice 3 du règlement ou la section 3.6.2 du règlement de l’IATA sur les produits dangereux.

Infection d’Entérovirus ou de Parechovirus présumée.

Remplir le formulaire de requête pour les entérovirus et les virus entériques. Si possible inclure les antécédents cliniques et les antécédents de voyage et tout résultat d’analyse de laboratoire concernant un entérovirus ou un paréchovirus effectuée au laboratoire local ou provincial.

Les laboratoires qui effectuent leur proche recherche d’ Entérovirus et/ou Paréchovirus par PCR devraient fournir des échantillons positifs pour la surveillance par génotypage.

Les tests sont effectués, en totalité ou en partie, au moyen d’une épreuve mise au point en laboratoire qui n’a pas été entièrement validée ni vérifiée.

La surveillance en laboratoire des EVNP et des PeVH repose sur des protocoles publiés basés sur la corrélation entre la séquence VP1 partielle et le sérotype de l’entérovirus (EV) et le génotype du paréchovirus. La séquence partielle de l’EV et la séquence VP1 du PeVH présentes dans les isolats cliniques ou dans les échantillons directs sont amplifiées par RT-PCR semi-nichée (RT-snPCR) à l’aide d’amorces génériques qui ciblent tous les sérotypes des entérovirus humains et tous les génotypes des paréchovirus humains connus à ce jour. Les amplicons produits à l’aide de la RT-snPCR sont séquencés, et l’identité du virus est déterminée en entrant la séquence dans un outil de génotypage automatisé des entérovirus et des norovirus sur le Web. Un résultat négatif n’exclut pas la présence d’un entérovirus. Il peut être attribuable à la présence d’inhibiteurs de la PCR dans l’échantillon du patient ou à une charge virale dans l’échantillon inférieure à la limite de détection de l’essai.

21 jours civils. Les analyses peuvent être effectuées en urgence sur demande.

1. W.A. Nix, M. S. Oberste, and M.A. Pallansch. Sensitive, Semi-nested PCR Amplification of VP1 Sequences for Direct Identification of All Enterovirus Serotypes from Original Clinical Specimens. 2006 J. Clin. Microbiol. 44: 2698-2704.
2. W.A. Nix, K. Maher, M.A. Pallansch, M.S. Oberste. Parechovirus typing in clinical specimens by nested or semi-nested PCR coupled with sequencing. 2010 J. Clin. Virol. 48: 202-207.
3. A. Kroneman A, H. Vennema, K. Deforche, H.v.d. Avoort, S. Peñaranda, M.S, Oberste, J. Vinjé, M. Koopmans. An automated genotyping tool for enteroviruses and noroviruses. 2011 J Clin Virol. Jun; 51(2):121-5).

Fiche Technique Santé-Sécurité : Agents Pathogènes – Échovirus